Antibiotika-Resistenzen bei Nutztieren: aktuelle Daten und Fakten

Ein Bericht aus unserem Laboralltag

Dr. Reinhard Sting, Fachtierarzt für Mikrobiologie, Dr. Andreas Hänel, Fachtierarzt für Mikrobiologie, Tierärztin Anna Katharina Schwalm

 

Antibiotika-Resistenzen stellen durch die zunehmende Einschränkung des Behandlungserfolgs bakterieller Infektionen eine immer größere Herausforderung für praktizierende Tierärzte dar.

Für das Erkennen von Resistenzentwicklungen bei Antibiotika sind Untersuchungen zu deren Wirksamkeit mittels Antibiogrammen („Resistenzteste“) notwendig. Die Auswertungen von Antibiogrammen, die wir im Rahmen bakterieller Infektionen bei Nutztieren im Regierungsbezirk Stuttgart durchgeführt haben, ergaben aufschlussreiche Ergebnisse.

 

Antibiotikaresistenzen verhindern

Antibiotika gehören zu den wirkungsvollsten Arzneimitteln gegen bakterielle Infektionen. Das gilt sowohl für unkomplizierte wie auch für schwere, lebensbedrohliche bakterielle Infekte. Allerdings kommt es bei Bakterien durch den intensiven Gebrauch von Antibiotika vermehrt zur Bildung von Resistenzen gegen diese antimikrobiellen Wirkstoffe. Dies hat besonders schwere Folgen, wenn die Anzahl wirksamer Antibiotika aufgrund von Multiresistenzen stark eingeschränkt ist und Bakterien auch gegen sogenannte Reserveantibiotika Resistenzen entwickelt haben. Besonders dramatisch ist diese Entwicklung, wenn schließlich keine wirksamen Antibiotika mehr für die Behandlung bestimmter bakterieller Infektionen zur Verfügung stehen. Nach Schätzungen der Weltgesundheitsorganisation Europa (WHO Europa) [1] sterben jedes Jahr allein in den Ländern der Europäischen Union ca. 25.000 Menschen an schweren Infektionen mit resistenten Bakterien, sodass das Verhindern von Antibiotikaresistenzen eine zentrale Notwendigkeit geworden ist.

 

Der Entwicklung von Antibiotikaresistenzen Einhalt zu gebieten, bedarf es einer verantwortungsvollen, bedachten und sachgemäßen Anwendung von Antibiotika. Wirkungsvolle Maßnahmen, die Entwicklung und Ausbreitung von Antibiotikaresistenzen einzugrenzen, sind die deutliche Reduzierung der Verwendung von Antibiotika sowie deren zielgerichtete Anwendung. Empfehlungen für den verantwortungsbewussten Gebrauch von Antibiotika bei Tieren geben die „Leitlinien für den sorgfältigen Umgang mit antibakteriell wirksamen Tierarzneimitteln (Antibiotika-Leitlinien)“ der Bundestierärztekammer [2] und die „Guidelines for the prudent use of antimicrobials in veterinary medicine“ der EU [3]. Gesetzliche Vorgaben mit dem Ziel, die Menge verwendeter Antibiotika zu reduzieren, sind in der Neufassung der Verordnung über tierärztliche Hausapotheken (TÄHAV) festgeschrieben [4], die auf der Grundlage der „Leitlinien für den sorgfältigen Umgang mit antibakteriell wirksamen Tierarzneimitteln“ (Antibiotika-Leitlinien) [2] überarbeitet wurde (s. auch BVL, Hinweise zum Umgang mit der Tierärztlichen Hausapothekenverordnung (TÄHAV)) [4]. Des Weiteren hat die WHO [5] und die Europäische Arzneimittel-Agentur (EMA) [6] Antibiotika vier Kategorien zugeordnet in Abhängigkeit des Risikos der Entwicklung einer Antibiotikaresistenz. Bestimmte Antibiotika sollen der Behandlung von Infektionen mit multiresistenten Keimen vorbehalten sein. Diese sogenannten Reserveantibiotika sollten als letztes Mittel betrachtet werden [6].

 

Daten und Fakten zur Verbreitung von Antibiotikaresistenzen in der Human- und Veterinärmedizin in Deutschland werden regelmäßig in Berichten der GERMAP-Studien [7] und den Berichten zu den Resistenzmonitoringstudien des Bundesministeriums für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (BVL) veröffentlicht [8].

Auswertungen zu Antibiotika-Resistenzen bei Nutztieren speziell im Regierungsbezirk Stuttgart werden in diesem Beitrag präsentiert. Die präsentierten Daten sollen und können umfassende Studien und Auswertungen zur Antibiotika-Resistenz wie GERMAP [7] und Berichte zu Resistenzmonitoringstudien des BVL [8] nicht ersetzen, die auf der Testung von bundesweit gewonnenen Feldisolaten beruhen.

 

Ziel des vorliegenden Berichtes ist es, mit den präsentierten Daten Hilfe zur Abschätzung des Therapieerfolges bei Initialbehandlungen zu geben und regional in Nutztierbeständen die Entwicklung von Resistenzen über mehrere Jahre im Blickfeld zu haben. Nationale, regionale und auf lokale Nutztierbestände ausgerichtete Behandlungsempfehlungen sind notwendig, da die Produktionssysteme, das Auftreten bestimmter Erkrankungen und das Vorkommen von Antibiotikaresistenzen national, regional und lokal unterschiedlich sein können [6].

 

Die Datenauswertung sollen jährlich fortgeführt und auf unserer Homepage veröffentlicht werden.

 

Methoden

Für die Erstellung der Antibiogramme erfolgte die Identifizierung der Bakterien mittels MALDI-TOF Massenspektrometrie. Die Antibiogramme wurden mit Hilfe der Bouillon-Mikrodilutionsmethode zur Bestimmung minimaler Hemmkonzentrationen (MHK) durchgeführt, die als Methode der Wahl für die standardisierte Empfindlichkeitsprüfung gilt [9, 10, 11, 12].

 

Verwendet wurden Micronaut-S large animals plates für Rind und Schwein (Großtierlayout) und für Geflügel die Micronaut-S AviPro Plate (beide, Merlin Diagnostik, Bornheim-Hersel). Die Auswertungen wurden mit der Software MCN6 (Merlin Diagnostika) durchgeführt. Diese Mikrotiterplatten-Layouts sind kommerziell erworben und enthalten eine festgelegte Beschichtung mit antimikrobiellen Wirkstoffen, die bei dem Großtierlayout im Hinblick auf die Praxisrelevanz vom DVG Arbeitskreis Antibiotikaresistenz empfohlen wurde [11]. Die Dokumente des Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) für den veterinärmedizinischen Bereich stellen die Grundlage der Methode und der Qualitätskontrolle dar [12, 13, 14].

 

Zur Auswertung kann nach der quantitativen Bestimmung des MHK-Wertes (mg/l oder µg/ml) in einem zweiten Schritt eine qualitative Bewertung in „sensibel“, „intermediär“ oder „resistent“ vorgenommen werden.

 

Abbildung: Mikrotiterplatte zur Bestimmung minimaler Hemmkonzentrationen (MHK) mittels Mikrodilutionsmethode.

Mikrotiterplatte zur Bestimmung minimaler Hemmkonzentrationen (MHK) mittels Mikrodilutionsmethode (Quelle: CVUA Stuttgart).
Sichtbare „Knöpfe“ in Vertiefungen entstehen durch das Wachstum der getesteten Bakterien. Bakterien hingegen, die gegenüber Antibiotika sensibel sind, zeigen in der entsprechenden Vertiefung der Mikrotiterplatte kein Wachstum (klare (Vertiefung).

 

Infokasten

Antibiotika

Antibiotika sind Substanzen, die das Wachstum von Bakterien verhindern oder Bakterien abtöten können.

 

Resistenzen

Bakterien, die durch Antibiotika nicht abgetötet werden, können Resistenzen entwickeln (erworbene oder sekundäre Antibiotikaresistenzen). Es ist davon auszugehen, dass jede Anwendung eines Antibiotikums der Entwicklung von Resistenzen Vorschub leistet. Allerdings gibt es auch Bakterien, die aufgrund natürlicher, bereits vorhandener Resistenzmechanismen gegen bestimmte Antibiotika unempfindlich sind (sog. intrinsische oder primäre Antibiotikaresistenz, z.B. Ampicillin bei Klebsiella pneumoniae, Tetracyclin bei Proteus mirabilis).
Bei Multiresistenzen handelt es sich um Resistenzen eines Keimes gegen gleichzeitig mehrere Antibiotika. Beispiel dafür sind ESBL-produzierende E. coli-Keime (Extended-Spectrum-Betalaktamasen, Enzyme, die ein erweitertes Spektrum an sog. β -Lactam-Antibiotika spalten) und MRSA-Keime (Methicillin-resistente Staphylococcus aureus-Keime, die Mehrfachresistenzen gegen Penicilline und Cephalosporine aufgrund der Veränderung der bakteriellen Antibiotika-Bindungsstelle aufweisen).

 

Reserveantibiotika

Antibiotika, deren Einsatz aufgrund des Risikos der Entwicklung einer Resistenz vermieden und eingeschränkt werden sollte. Diese sog. Reserveantibiotika sollten der Behandlung bestätigter oder bei Verdacht von Infektionen mit multiresistenten Keimen vorbehalten sein. Reserveantibiotika sollten als letztes Mittel betrachtet werden [5, 6, 7].

 

Präsentiert werden Daten der Antibiogramme, die 2018/2019 im Rahmen bakteriologisch-kultureller Untersuchungen von Probenmaterial von Nutztieren erstellt worden sind.

Nicht enthalten sind die im Rahmen der Untersuchungen zur Eutergesundheit bei Rindern angefertigten Antibiogramme.

 

Hinweise zu den Grafiken

  • In der Kopfzeile der Grafiken sind das Bakterium, die Tierart sowie die Lokalisation, von der das Bakterium isoliert worden ist, angegeben.
  • Bei den Einsendungen handelt es sich um Proben erkrankter Tiere, mit Ausnahme der Proben zur Untersuchungen auf Zuchttauglichkeit von Stuten und Hengsten.
  • Es sind stets alle antimikrobiellen Wirkstoffe aufgeführt, die die Mikrotiterplatten-Layouts beinhalten. Ein hohes Resistenzniveau kann daher auch auf eine natürliche Resistenz der Bakterien gegen bestimmte Wirkstoffe zurückzuführen sein, beispielsweise Penicillin G bei E. coli oder Colistin bei Streptococcus spp./Staphylococcus spp.. Daher muss in jedem Fall immer auch die Indikation und das Wirkspektrum der antimikrobiellen Wirkstoffe berücksichtig werden.
  • In Analogie zur GERMAP-Studie zeigen die Säulen der Diagramme, welcher Prozentsatz der isolierten Keime gegen das jeweilige Antibiotikum resistent war.

 

Antibiotikum Antibiotikum-Gruppe
Amoxycillin/Clavulansäure Aminopenicillin (Ampicillin, Amoxicillin)
Ampicillin Aminopenicillin (Ampicillin, Amoxicillin)
Cefotaxim Cephalosporin der 3. Generation
Cefpodoxim-Proxetil Cephalosporin der 3. Generation
Ceftiofur Cephalosporin der 3. Generation
Cephalotin Cephalosporin der 1. Generation (Cefacetril, Cefapirin, Cefalexin, Cefazolin)
Colistin Polypeptid
Doxycyclin Tetracyclin (Doxycyclin, Tetracyclin)
Enrofloxacin Fluorchinolon (Danofloxacin, Difloxacin, Enrofloxacin, Marbofloxacin)
Erythromycin 14-gliedriges Makrolid
Florfenicol Phenicol
Gentamicin Aminoglycosid (Apramycin, Neomycin)
Lincomycin Lincosamid
Lincomycin/Spectinomycin Lincosamid/Aminocyclitol
Neomycin Aminoglykosid (Apramycin, Neomycin)
Oxacillin Isoxazolylpenicillin
Penicillin G-Kalium Penicillin
Rifampicin Ansamycin (Rifamycin)
Spectinomycin Aminoglycosid
Streptomycin Aminoglycosid
Sulfamethoxazol/ Trimethoprim Sulfonamid
Tetracyclin Tetracyclin (Doxycyclin, Tetracyclin)
Tiamulin Pleuromutilin (Tiamulin, Valnemulin)
Tilmicosin 16-gliedriges Makrolid (Tilmicosin, Tildipirosin, Tylosin)
Tulathromycin 15-gliedriges Makrolid (Gamitromycin)

 

Infektionen der Atemwege mit Bakterien der Familie Pasteurellaceae bei Rind, Schwein, Schaf und Ziege

Bei den am häufigsten im Rahmen von Infektionen des Atemtraktes isolierten Bakterien Pasteurella (P.) multocida und Mannheimia (M.) haemolytica beim Rind sowie P. multocida und Actinobacillus (A.) pleuropneumoniae beim Schwein zeigt sich insgesamt ein niedriges Resistenzniveau, was auch in der GERMAP-Studie 2015 und im Bericht zur Resistenzmonitoringstudie 2017 festgestellt wurde. Zu beachten ist allerdings bei unseren Auswertungen der Anteil von Resistenzen gegen Tetracyclin, Tiamulin (Pleuromutilin) sowie die Makrolide Tilmicosin und Tulathromycin. Die Entwicklung dieser Resistenzen sollte im Blickpunkt bleiben. Hohe Resistenzraten bei P. multocida-und M. haemolytica-Isolaten vom Rind gegen Ampicillin wie im Bericht zur Resistenzmonitoringstudie 2017 aufgeführt, traten bei unseren Untersuchungen nicht auf. Auf eine Resistenzrate von über 15 % bis über 20 % für Tetracyclin bei P. multocida- und A. pleuropneumoniae-Isolaten vom Schwein und M. haemolytica-Isolate vom Rind von über 10–20 % (GERMAP-Studie, 2015; Bericht zur Resistenzmonitoringstudie, 2017) sowie auf mögliche Florfenicol-resistente P. multocida-Isolate weist die GERMAP-Studie 2015 hin und empfiehlt eine sorgfältige Beobachtung der Resistenzentwicklungen. Bei Schaf und Ziege zeigten sich bei M. haemolytica und B. trehalosi nur geringe Resistenzraten, was der Einschätzung im Bericht zur Resistenzmonitoringstudie 2017 entspricht.

 

Bordetella bronchiseptica beim Schwein

Für B. bronchiseptica ist die Resistenzlage deutlich ungünstiger als bei den Pasteurellaceae. Von der Verwendung von Beta-Lactamantibiotika (Penicillin und Ampicillin) sowie den Pleuromutilinen (Tiamulin) ist in gemäß der Empfehlung der GERMAP-Studie 2015 und dem Bericht zur Resistenzmonitoringstudie 2017 abzuraten. Die Anwendung der Makrolide Tilmicosin und Tulathromycin ist mit einem Resistenzniveau von über 80 % und 30 % nicht unproblematisch. Für Florfenicol gilt gemäß der GERMAP-Studie 2015 dieselbe Einschätzung wie für P. multocida. Unsere Auswertung ergab mit ca. 5 % ein noch günstiges Resistenzniveau für Florfenicol.

 

Infektionen des Darmtraktes (Enteritis) mit Escherichia coli

Bei den E. coli-Isolaten vom Kälbern konnten wie in der GERMAP-Studie 2015 und gemäß des Berichts zur Resistenzmonitoringstudie 2017 Resistenzen gegen mehrere der getesteten Antibiotika festgestellt werden: Amoxycillin/Clavulansäure, Ampicillin, Cephalosporine der neueren Generation, Enrofloxacin, Sulfamethoxazol/Trimethoprim, Tetracyclin und Gentamycin). Die GERMAP-Studie 2015 weist auf einen eingeschränkten Einsatz von Colistin (sog. Reserveantibiotikum) bei Ferkeln und Läufern sowie eine gestiegene Resistenzlage seit 2005 bei Isolaten von Kälbern für Amoxycillin/Clavulansäure sowie Cefotaxim (Cephalosporin der 3. Generation) hin. Dies wird auf das vermehrte Auftreten von E. coli-Keimen, die die Enzyme Extended Spectrum Beta Lactamasen (ESBL) bilden, zurückgeführt (GERMAP, 2015), so dass dessen Anteil bei Kälbern mit Enteritis von etwas über 5 % auf über 30 % von 2006 bis 2017 angestiegen ist (Bericht zur Resistenzmonitoringstudie, 2017). Bei Kälbern sollten Cephalosporine und Fluorchinolone nur wenn unbedingt notwendig und nach vorheriger Empfindlichkeitstestung eingesetzt und bei Ferkeln nach Möglichkeit auf einen Einsatz von Fluorchinolonen verzichtet werden (Bericht zur Resistenzmonitoringstudie, 2017). Wir werden bei entsprechendem Resistenzprofil E. coli-Keime zukünftig gezielt auf ESBL untersuchen.

 

Streptococus suis beim Schwein

Auffallend ist der hohe Anteil von 80–90 % an Isolaten, dich sich in unserer Studie und der Studie des BVL ( Berichts zur Resistenzmonitoringstudie, 2017 ) als resistent gegen Tetracyclin erwiesen haben. Bei den Beta-Lactamantibiotika, den Cepahalosporinen und Enrofloxacin zeigten unsere Untersuchungen ebenso wie die Auswertungen des BVL ( Berichts zur Resistenzmonitoringstudie, 2017 ) Resistenzraten von 10 % oder darunter.

 

Staphylococcus (S.) aureus bei Rind, Schwein, Schaf, Ziege und Pferd

Aufgrund der Zusammenfassung der Daten für die genannten Tierarten ist mit einer Summierung der Resistenzraten zu rechnen. So sind die Resistenzraten der GERMAP-Studie 2015 teilweise vergleichbar (Schwein, Haut) oder liegen niedriger (Rind, Mastitis).

 

E. coli beim Geflügel (Pute und Huhn)

Die von Huhn und Pute isolierten E. coli-Keime zeigten nahezu identische Resistenzmuster, die durch sehr hohe Resistenzniveaus bei den Beta-Lactamantibiotika Penicillin und Oxacillin charakterisiert sind. Die getesteten Isolate wiesen gegen die Antibiotika Tetracyclin gefolgt von Sulfonamid/Trimethoprim sowie Gentamycin/Neomycin/Streptomycin Resistenzen auf, die denen der GERMAP-Studie 2015 und dem Bericht zur Resistenzmonitoringstudie 2017 entsprachen. Das Resistenzniveau der Cephalosporine der 3. Generation lag mit 2 % günstiger als in der GERMAP-Studie (2015) (10–15 %). Das BVL weist darauf hin, dass Cephalosporine keine Zulassung zur Behandlung von Geflügel besitzen (Bericht zur Resistenzmonitoringstudie 2017). Die GERMAP-Studie 2015 merkt für Enrofloxacin aufgrund der Resistenzraten (5,3 % resistent, 23,7 % intermediär) an, dass ein Therapierfolg nicht in jedem Fall gegeben ist und die Behandlung mit Fluorchinolonen nur in begründeten Ausnahmefällen und nach Erstellung eines Antibiogramms erfolgen sollte (Bericht zur Resistenzmonitoringstudie, 2017). In unseren Auswertungen wies Enroflaxacin eine Resistenzrate von 14 % auf.

 

Staphylococcus (S.) aureus beim Geflügel (Pute und Huhn)

Das Resistenzmuster der S. aureus-Isolate zeigte wie auch in der GERMAP-Studie 2015 ein hohes Resistenzniveau bei den Beta-Lactamantibiotika Ampicillin, Penicillin und Amoxycillin sowie Tetracyclin und Erythromycin (50–80 %). Deutlich günstiger war die Resistenzlage bei Oxacillin mit ca. 10 % und Cephalosporinen (ausgenommen Cefotaxim) mit < 5 % resistenten Isolaten. So weist auch der Bericht zur Resistenzmonitoringstudie 2017 auf die am häufigsten auftretenden Resistenzraten bei Penicillin (74 %), Tetracyclin (74 %) und Erythromycin (63 %) hin.

 

Enterokokken

Enterokokken-Isolate zeigten insgesamt ein hohes Resistenzniveau. Der niedrigste Anteil von < 10 % resistenten Enterokokken war für Amoxycillin und Rifampicin gefolgt von Doxycyclin und Enrofloxacin mit < 20 % sowie Erythromycn mit ca. 40 % zu verzeichnen. Im Bericht zur Resistenzmonitoringstudie 2017 werden für E. faecalis-Isolate vom Geflügel keine Resistenzen gegenüber Ampicillin, Penicillin und Vancomycin aufgeführt, während der Anteil der Isolate mit einer Resistenz gegen Erythromycin mit 27 % angegeben wird.

 

Übersicht Grafiken

Rind

Pasteurella multocida, Rind, Atemtrakt (n = 78)

Mannheimia haemolytica, Rind, Atemtrakt (n = 38)

Escherichia coli, Kalb, Darm (Enteritis) (n = 392)

Streptococcus uberis, Rind, Genitaltrakt (n = 40)

Schwein

Pasteurella multocida, Schwein, Atemtrakt (n = 146)

Actinobacillus pleuropneumoniae, Schwein, Atemtrakt (n = 18)

Bordetella bronchiseptica, Schwein, Atemtrakt (n = 58)

Escherichia coli, Ferkel, Darm (Enteritis) (n = 371)

Streptococcus suis, Schwein, Atemtrakt/Organe (n = 113)

Weitere Keime von Rind, Schwein, Schaf, Ziege und Pferd

Staphylococcus aureus, Rind, Schwein, Schaf, Ziege und Pferd, verschiedene Lokalisationen (n = 31)

Streptococcus dysgalactiae, Rind, Schwein, Schaf und Ziege, verschiedene Lokalisationen (n = 63)

Mannheimia haemolytica, Schaf, Atemtrakt (n = 33)

Bibersteinia trehalosi, Rind, Schaf und Ziege, verschiedene Lokalisationen (n = 31)

Trueperella pyogenes, Rind, Schwein, Schaf und Ziege, verschiedene Lokalisationen (n = 105)

Beta-hämolysierende Streptokokken, Pferd, Genitaltrakt (n = 94)

Nutzgeflügel (Huhn und Pute)

Escherichia coli, Huhn und Puten, Organe/Tupfer (n = 270)

Staphylococcus aureus, Huhn und Puten, Organe/Tupfer (n = 26)

Enterococcus (E.) cecorum, E. faecalis, E. faecium, E. gallinarum, E. hirae, Huhn und Pute, Organe/Tupfer (n = 59)

 

Rind

Pasteurella multocida, Rind, Atemtrakt (n = 78)

Balkendiagramm: Pasteurella multocida, Rind, Atemtrakt (n = 78).

 

Mannheimia haemolytica, Rind, Atemtrakt (n = 38)

Balkendiagramm: Mannheimia haemolytica, Rind, Atemtrakt (n = 38).

 

Escherichia coli, Kalb, Darm (Enteritis) (n = 392)

Balkendiagramm: Escherichia coli , Kalb, Darm (Enteritis) (n = 392).

 

Streptococcus uberis, Rind, Genitaltrakt (n = 40)

Balkendiagramm: Streptococcus uberis, Rind, Genitaltrakt (n = 40).

 

Schwein

Pasteurella multocida, Schwein, Atemtrakt (n = 146)

Balkendiagramm: Pasteurella multocida, Schwein, Atemtrakt (n = 146).

 

Actinobacillus pleuropneumoniae, Schwein, Atemtrakt (n = 18)

Balkendiagramm: Actinobacillus pleuropneumoniae, Schwein, Atemtrakt (n = 18).

 

Bordetella bronchiseptica, Schwein, Atemtrakt (n = 58)

Balkendiagramm: Bordetella bronchiseptica, Schwein, Atemtrakt (n = 58).

 

Escherichia coli, Ferkel, Darm (Enteritis) (n = 371)

Balkendiagramm: Escherichia coli, Ferkel, Darm (Enteritis) (n = 371).

 

Streptococcus suis, Schwein, Atemtrakt/Organe (n = 113)

Balkendiagramm: Streptococcus suis , Schwein, Atemtrakt/Organe (n = 113).

 

Weitere Keime von Rind, Schwein, Schaf, Ziege und Pferd

Staphylococcus aureus, Rind, Schwein, Schaf, Ziege und Pferd, verschiedene Lokalisationen (n = 31)

Balkendiagramm: Staphylococcus aureus , Rind, Schwein, Schaf, Ziege und Pferd, verschiedene Lokalisationen (n = 31).

 

Streptococcus dysgalactiae, Rind, Schwein, Schaf und Ziege, verschiedene Lokalisationen (n = 63)

Balkendiagramm: Streptococcus dysgalactiae , Rind, Schwein, Schaf und Ziege, verschiedene Lokalisationen (n = 63).

 

Mannheimia haemolytica, Schaf, Atemtrakt (n = 33)

Balkendiagramm: Mannheimia haemolytica, Schaf, Atemtrakt (n = 33).

 

Bibersteinia trehalosi, Rind, Schaf und Ziege, verschiedene Lokalisationen (n = 31)

Balkendiagramm: Bibersteinia trehalosi , Rind, Schaf und Ziege, verschiedene Lokalisationen (n = 31).

 

Trueperella pyogenes, Rind, Schwein, Schaf und Ziege, verschiedene Lokalisationen (n = 105)

Balkendiagramm: Trueperella pyogenes, Rind, Schaf und Ziege, verschiedene Lokalisationen (n = 105).

 

▼Beta-hämolysierende Streptokokken, Pferd, Genitaltrakt (n = 94)

Balkendiagramm: Beta-hämolysierende Streptokokken, Pferd, Genitaltrakt (n = 94).

 

Nutzgeflügel (Huhn und Pute)

Escherichia coli, Huhn und Puten, Organe/Tupfer (n = 270)

Balkendiagramm: Escherichia coli , Huhn und Puten, Organe/Tupfer (n = 270).

 

Staphylococcus aureus, Huhn und Puten, Organe/Tupfer (n = 26)

Balkendiagramm: Staphylococcus aureus, Huhn und Puten, Organe/Tupfer (n = 26).

 

Enterococcus (E.) cecorum, E. faecalis, E. faecium, E. gallinarum, E. hirae, Huhn und Pute, Organe/Tupfer (n = 59)

Balkendiagramm: Enterococcus (E.) cecorum, E. cloacae, E. faecalis, E. faecium, E. gallinarum, E. hirae, Huhn und Pute, Organe/Tupfer (n = 61).

 

Bildernachweis

CVUA Stuttgart

 

Quellen

[1] Weltgesundheitsorganisation Regionalbüro für Europa (WHO Europa) 2011. Antibiotikaresistenz. Untätigkeit ist tödlich. Antibiotikaresistenzen breiten sich in der Europäischen Region weiter aus. WHO schlägt am Weltgesundheitstag Alarm.

[2] Bundestierärztekammer (BTK) 2015. Leitlinien für den sorgfältigen Umgang mit antibakteriell wirksamen Tierarzneimitteln.

[3] European Union (EU) 2015. Guidelines for the prudent use of antimicrobials in veterinary medicine. Official Journal of the European Union 2015/C 299/04.

[4] Bundesministerium für Justiz und Verbraucherschutz (BMJV) 2018. Verordnung über tierärztliche Hausapotheken in der Fassung der Bekanntmachung vom 8. Juli 2009 (BGBl. I S. 1760), die durch Artikel 1 der Verordnung vom 21. Februar 2018 (BGBl. I S. 213) geändert worden ist.

[5] World Health Organization (WHO) 2019. WHO Model Lists of Essential Medicines. The selection and use of essential medicines. Report of the 22nd WHO Expert Committee.

[6] European Medicines Agency (EMA) (2019). Categorisation of antibiotics in the European Union . EMA/CVMP/CHMP/682198/2017.

[7] GERMAP 2015. Antibiotikaverbrauch und die Verbreitung von Antibiotikaresistenzen in der Human-und Veterinärmedizin in Deutschland.

[8] Bericht zur Resistenzmonitoringstudie 2017 – Resistenzsituation bei klinisch wichtigen tierpathogenen Bakterien, BVL-Report 13.7.

[9] Schwarz S, Böttner A, Hafez HM, Kehrenberg C, Kietzmann M, et al. 2003. Empfindlichkeitsprüfung bakterieller Infektionserreger von Tieren: Methoden zur in-vitro Empfindlichkeitsprüfung und deren Eignung in Hinblick auf die Erarbeitung therapeutisch nutzbarer Ergebnisse. Berliner und Münchener Tierärztliche Wochenschrift 116, 353–361.

[10] Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft (DVG). Arbeitskreis Antibiotikaresistenz. Empfehlung von Mikrotiterplatten-Layouts.

[11] Deutsche Veterinärmedizinische Gesllschaft (DVG). Arbeitskreis Antibiotikaresistenz. Empfehlung zur Empfindlichkeitsbestimmung.

[12] Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft (DVG). Arbeitskreis Antibiotikaresistenz. Klinische Grenzwerte.

[13] Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI), 2013. Performance standards for antimicrobial disk and dilution susceptibility tests for bacteria isolated from animals; approved standard - fourth edition. CLSI document VET01-A4. Clinical and Laboratory Standards Institute, Wayne, PA, USA.

[14] Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI), 2015. Performance standards for antimicrobial disk and dilution susceptibility tests for bacteria isolated from animals; third informational supplement. CLSI document VET01S 3rd ed. Clinical and Laboratory Standards Institute, Wayne, PA, USA.

 

 

Bericht erschienen am 28.04.2020 10:40:57